Q1：转染过程中细胞大量死亡。

A1：(1) 如果细胞不在说明书标注范围内，可查阅历年文献，根据文献中选择的转染试剂进行选择（阳离子聚合物/阳离子脂质体）。

(2) 考虑质粒基因带毒，用GFP质粒进行阳性对照，确定转染试剂是否无问题。

(3) 如果重复数次毒性仍然较大，建议降低DNA与转染试剂的比例或用量。进行摸索。

(4) Exfect/DNA复合物转染时间过长。

多数情况下，在完全培养基中进行转染，24 h无需换液处理，但是培养时间过长可能会导致细胞状态较差，建议根据实验需要，合理安排后续实验时间。

(5) 转染时细胞密度不合适。

多数情况下，当细胞汇合度达到70%～80%时转染可以取得较高的转染效率。如果是生长非常快的细胞，如293t,密度可以降低至60%。细胞密度过低导致细胞生长缓慢，细胞对外来试剂变得较为敏感。细胞密度过高，会导致细胞发生接触抑制，加快细胞凋亡。

(6) Exfect/DNA过量。

转染试剂过量会导致较高的细胞毒性。尝试降低转染试剂的使用比例或者减少用量。

(7) Exfect/DNA复合物加入培养基时分布不均匀。

局部转染试剂/DNA复合物浓度过高是导致细胞毒性偏高最常见的原因之一。应在孔中不同位置滴加复核并，并在复合物添加到培养基之后，立即平置培养皿，并前后、左右交替晃动。

(8) 细胞状态偏差。

传代次数太少或者太多都将导致细胞对转染试剂毒性敏感度的改变。因此应尽量使用适度传代的细胞系，降低细胞代数差异对实验结果造成的影响。

Q2：转染效率差，转不进去。

A2：(1) Exfect与DNA的比例不优化，DNA用量不合适——通过预实验测试ExFect与DNA的最佳比例（在1～5 μl/μg DNA范围内尝试）及DNA的使用量（以24孔板为例，在0.5～2 μg/孔范围内尝试）。在后续的实验中选择转染效率高、细胞毒性低的比例进行转染。

(2) 直接将Exfect和DNA原液直接混合后加到培养基中——Exfect和DNA需分别在无血清培养基条件下按一定比例稀释后再进行混合孵育。         

(3) 转染时细胞密度不合适——多数情况下，当细胞汇合度达到70%～80%时转染可以取得较高的转染效率。然而细胞类型不同，最适的转染密度也不尽相同。可以通过预实验寻找较优化的转染密度，并在后续实验中保持这个密度。

(4) DNA质量偏低（降解或包含内毒素）——为实现高效率、低毒性的转染，应使用高质量的DNA（高纯度、无菌、无内毒素）。

(5) 转染试剂/DNA复合物包装体系中包含血清——当包装反应体系中存在血清时，转染试剂/DNA复合物无法正常形成。 

(6) 转染体系中存在转染抑制因素——当转染体系中存在多聚阴离子聚合物时（例如：硫酸葡聚糖、肝素等）转染将无法正常进行。因此应避免上述物质存在于细胞转染体系中。 

(7) 细胞状态偏差——传代次数太少或者太多都将导致细胞转染效率的改变。因此，为了提高转染效率以及转染稳定性，应尽量使用适度传代的细胞系，并尽量在平行实验时保持细胞传代次数的一致性。

(8) 在细胞状态较好时进行转染实验。

(9) 尝试线性化质粒后再转染。

(10) 尝试使用无血清培养基。

(11) 注意观察试剂是否结冰，结冰后转染效率会变差。

Q3：试剂是否可以转染RNA、siRNA？

A3：T101不可以，T202可以，但是没有推荐的体系。

Q4：转染试剂是否可以做稳转？

A4：没有可以一步稳转的试剂，稳转推荐用慢病毒来进行，我们的T202可以应用于慢病毒制备的慢病毒包装共转染步骤。

Q5：如何判断转染效率。

A5：(1) 多做复孔，排除个人操作差异。

(2) 同时转染情况下，提取各个复孔细胞的总基因组，然后用qPCR方法定所转染基因量，内参选择参考该细胞内参。

(3) 可以考虑在质粒中插入一个表达受启动子修饰影响较小的GFP序列，通过荧光直接观察质粒转染效率。